Morfología Colonial Bacteriana

Cuando se tiene un cultivo en agar (caja petri)  siempre es relevante anotar la morfología colonial (colonias aisladas) de la cepa bacteriana para facilitar la identificación.

Generalmente se reporta la morfología colonial tal como uno la percibe, por ejemplo si se ve que las colonias bacterianas son como puntitos, pues reportan que son puntiformes, si son lisas pues reportan que son lisas, si observas que están como moco, pues reportan que están mucosas, si su color es amarillento pues reportan que son de color amarillento,  y así sucesivamente., también puedes agregar características que consideres importante para identificarlas, por ejemplo el olor. Un ejemplo de esto dicho anteriormente se muestran el las imágenes siguientes para un mayor aprendizaje.

Morfología colonial bacteriana superficie.

Morfología colonial bacteriana forma.

Morfología colonial bacteriana borde.

 

Espero que esto sea de gran ayuda para un mayor aprendizaje con respecto a las colonias bacterianas y su forma.

 

Agar Mac Conkey

Es un medio de cultivo específico para bacterias gram negativas y cepas que fermenten la lactosa. También en este medio se utiliza para el aislamiento de bacilos Gram negativos de fácil desarrollo, aerobios y anaerobios facultativos. Permite diferenciar bacterias que utilizan o no, lactosa en muestras clínicas, de agua y alimentos. Todas las especies de la familia Enterobacteriaceae desarrollan en el mismo.

Fundamento

En este medio de cultivo, las peptonas, aportan los nutrientes necesarios para el desarrollo bacteriano, la lactosa es el hidrato de carbono fermentable, y la mezcla de sales biliares y el cristal violeta son los agentes selectivos que inhiben el desarrollo de gran parte de la flora Gram positiva.
Por fermentación de la lactosa, disminuye el pH alrededor de la colonia. Esto produce un viraje del color del indicador de pH (rojo neutro), la absorción en las colonias, y la precipitación de las sales biliares.
Los microorganismos no fermentadores de lactosa producen colonias incoloras.

Su modo de siembra puede ser Sembrar en superficie utilizando la técnica de Pour Plate: sembrar 1 ml de muestra y agregar aproximadamente 15 ml de medio de cultivo fundido y enfriado a 45-50 ºC.

Uso

Sirve como un indicador visual de pH, distinguiendo así las bacterias gram negativas que pueden fermentar la lactosa (Lac+) y las que no pueden (Lac-).
Lac+
Al utilizar la lactosa en el medio, bacterias Lac+ como Escherichia coli, Enterobacter y Klebsiella producen acidez, lo cual baja el pH bajo 6,8 lo que tiene como consecuencia la aparición de colonias de color rosadas o rojas.
Lac-
Bacterias que no fermenten la lactosa como Salmonella, Proteus y Shigella utilizaran peptona en su lugar, formando amoniaco, lo cual incrementa el pH del agar, formando colonias blancas o incoloras.
Resultados
En esta imagen se muestra el agar Mac Conkey con bacterias Lac+ como se muestra de lado izquierdo  y Lac- como se muestra del lado derecho.

Estafilococo Medio 110

Es un medio selectivo para el aislamiento y diferenciación presuntiva de estafilococos, en base a la producción
de pigmentos, la fermentación de manitol y la hidrólisis de gelatina, a partir de alimentos y otras muestras. Fundamento
Staphylococcus aureus es un microorganismo que puede causar intoxicación alimentaria, y para su aislamiento, pueden usarse distintos medios sólidos selectivos: Baird Parker Medio (B02-141-05/06), Manitol Salado Agar (B02-118-05/06), o Estafilococo Medio 110 (B02-105-05/06).
En el medio de cultivo, el extracto de levadura y la tripteína aportan los nutrientes para el desarrollo de microorganismos. La gelatina es el sustrato de la enzima gelatinasa. La lactosa y el manitol son los hidratos de carbono fermentables. El cloruro de sodio, se encuentra en alta concentración, para inhibir el desarrollo de la flora acompañante excepto Staphylococcus spp., lográndose así un medio selectivo para el desarrollo de estos microorganismos.
Las ventajas de este medio por sobre los otros mencionados anteriormente, es que permite, en la misma placa,
obtener pruebas de identificación presuntiva de especie como ser: desarrollo de pigmentos, fermentación de manitol e hidrólisis de la gelatina.
El modo de siembra de este cultivo es directa, en estriado, o por extensión.
Su incubación es Durante 48 horas, a 35-37 °C, en aerobiosis.

Resultados
En esta se puede observar las características de las colonias y realizar las pruebas de identificación de microorganismos como son:
1-Fermentación de manitol: agregar unas gotas de púrpura de bromocresol a las zonas donde se encuentran las colonias sospechosas y en una zona de la placa donde no hay desarrollo bacteriano. Comparar el color desarrollado entre estas dos zonas.
      Prueba positiva: cambio de color del indicador del medio en la zona de crecimiento bacteriano. El medio sin desarrollo de microorganismos permanece sin cambio.
      Prueba negativa: no hay diferencias de color entre las zonas de crecimiento bacteriano y la zona sin inocular.
      2-Hidrólisis de la gelatina: cubrir la placa 5 ml de una solución saturada de sulfato de amonio y colocar en estufa, a 35-37 ºC, en aerobiosis durante 10 minutos.
    Positiva: halo transparente alrededor de las colonias.
    Negativa: ausencia de halo transparente alrededor de las colonias.

UREA

Este es un medio utilizado para la identificación de microorganismos, en base a la actividad ureásica.
Es particularmente útil para diferenciar Proteus spp. de otros miembros de la familia Enterobacteriaceae.

Fundamento

Este medio de cultivo, formulado por Rustigian y Stuart, presenta bajo contenido de nutrientes y alta capacidad buffer. El extracto de levadura es la única fuente de carbono, nitrógeno, vitaminas y cofactores, y aporta los nutrientes esenciales para el desarrollo bacteriano. Las sales de fosfatos constituyen el sistema buffer, el rojo de fenol es el indicador de pH y la urea es el sustrato de la enzima ureasa. Aquellas bacterias que poseen la enzima ureasa, pueden utilizar el nitrogeno proveniente de la urea, la hidrolizan, liberando amoníaco y dióxido de carbono. Estos productos metabólicos alcalinizan el medio, haciendo virar el indicador rojo fenol del amarillo al rojo. Se recomienda su uso para diferenciar Proteus spp. de otros géneros que hidrolizan lentamente o no hidrolizan la urea.

Modo de Uso

A 35-37 ºC, en aerobiosis. Observar las reacciones a las 8, 12,24 y 48 horas de incubación.
Para aquellos microorganismos que hidrolizan lentamente la urea, incubar hasta 72 horas.

Resultados

En esta imagen se encuentra en la urea cuando es positiva y cuando es negativa, cuando es positiva esta toma el color rosa fucsia y cuando no actúa en la urea este queda en color amarillo.

 

 

 

EMB (Agar Cosina y Azul de Metileno)

Este medio (también denominado E.A.M.) es utilizado para el aislamiento selectivo de bacilos Gram negativos de rápido desarrollo y escasas exigencias nutricionales. Permite el desarrollo de todas las especies de la familia Enterobacteriaceae.

Fundamento El medio de cultivo combina las fórmulas de Holt-Harris y Teague con la de Levine, para obtener un mejor rendimiento en el aislamiento selectivo de enterobacterias y otras especies de bacilos Gram negativos. Es nutritivo por la presencia de peptona que favorece el desarrollo microbiano. La diferenciación entre organismos capaces de utilizar la lactosa y/o sacarosa, y aquellos que son incapaces de hacerlo, está dada por los indicadores eosina y azul de metileno; éstos ejercen un efecto inhibitorio sobre una amplia variedad de bacterias Gram positivas. El agar es el agente solidificante. Muchas cepas de Escherichia coli y Citrobacter spp. presentan un característico brillo metálico. Las cepas que utilizan la lactosa poseen centro oscuro con periferia azulada o rosada, mientras que las que no lo hacen son incoloras. También, pueden crecer especies de Candida y se observan como colonias rosadas y puntiformes; la siembra en profundidad permite el desarrollo de clamidosporas en C. albicans. Enterococcus spp. crece en este medio como colonias puntiformes y transparentes, mientras que Acinetobacter spp. y otras bacterias oxidativas se observan como colonias de color azul lavanda; esto puede ocurrir aunque las cepas no sean capaces de acidificar a partir de lactosa al 0.5% y ello se debe a la incorporación de azul de metileno a sus membranas. En este medio se obtiene además, un buen desarrollo de especies de Salmonella y Shigella.
Modo de Uso
Suspender 36 g del polvo en 1 litro de agua purificada. reposar 5 minutos. Calentar con agitación frecuente y llevar a ebullición hasta su disolución total. Esterilizar en autoclave 121°C durante 15 minutos. distribuir en placas de Petri estériles.
Resultados

En esta imagen se puede observar con claridad el crecimiento de una de las pruebas con EMB el cual es positiva cuando se encuentra crecimiento bacteriano como se muestra en la imagen de la izquierda y es negativa cuando no se observa ningún crecimiento en la prueba de EMB así como en la imagen de la derecha y se encuentra el buen empleo que se realizo mediante estos resultados que se muestran.

TSI (TRIPLE AZÚCAR HIERRO AGAR)

El Agar-hierro-triple azúcar es un medio de cultivo. Gracias a su composición es uno de los medios de cultivo más empleados para la diferenciación de enterobacterias según:

1. Fermente o no glucosa.
2. Fermenten o no lactosa o sacarosa.
3. Produzcan o no ácido sulfhídrico.
4. Produzcan o no gas.

Resultados:
a) Fermentación de glucosa:
Los microorganismos capaces de fermentar la glucosa darán lugar a la formación de ácidos que bajan el Ph del medio, haciendo que el fondo del tubo aparezca de color amarillo y el pico de color rojo. Ejemplo: Shigella
b) Fermentación de glucosa y lactosa (o sacarosa):
Los microorganismos capaces de fermentar ambos azúcares darán lugar a la formación de ácidos que bajan el Ph de dtodo el medio, haciendo que tanto en el fondo como el pico del tuvo aparezca de color amarillo. Ejemplo: Echerichia, Klebsiella, Enterobacter,etc.
c) Incapacidad de fermentación de glucosa:
Los microorganismos incapaces de fermentar la glucosa no darán lugar a la formación de ácidos que bajen el Ph pero utilizarán las proteínas presentes bajando el Ph por formación de aminas haciendo que el pico del tubo aparezcan de color rojo. Ejemplo: Pseudomonas.
d) Producción de ácido sulfhídrico:
Los microorganismos capaces de formar SH2 se manifiestan por la aparición de un color negro en el fondo del tubo debido a la formación de sulfuro ferroso. Ejemplo: Salmonella, Proteus, Citrobacter.
e) Producción de gas:
Los microorganismos capaces de formar gas producen la aparición de burbujas y/o la ruptura del medio de cultivo. Ejemplo: Echerichia

A/A: Fermentación de los 3 azúcares
K/A: Fermentación de la glucosa
K/K: No hay fermentación de la glucosa, lactosa y sacarosa

A: Reacción Ácida (color amarillo)
K: Reacción Alcalina (color rojo naranja)
Burbujas: Producción de gas

Antibiograma

 
El antibiograma es la prueba microbiológica que se realiza para determinar la sensibilidad de una colonia bacteriana a un antibiótico o grupo de antibióticos. El antibiograma permite definir para cada antibiótico, si la bacteria es sensible (antibiótico eficaz), intermedio (antibiótico eficaz en ciertas condiciones) o resistente (antibiótico ineficaz). El antibiograma permite medir la capacidad de un antibiótico a inhibir el crecimiento bacteriano. Permite evaluar la eficacia de un antibiótico sobre una bacteria.
IMPORTANCIA DEL ANTIBIOGRAMA
Todos los antibióticos no son eficaces contra todas las bacterias y el antibiograma ayuda al médico en la elección del antibiótico que hay que prescribir. Permite determinar el antibiótico más eficaz en caso de una infección bacteriana.
Por qué realizar un antibiograma?

El primer objetivo del antibiograma es el de medir la sensibilidad de una cepa bacteriana que se sospecha es la responsable de una infección a uno o varios antibióticos. En efecto, la sensibilidad in vitro es uno de los requisitos previos para la eficacia in vivo de un tratamiento antibiótico. El antibiograma sirve, en primer lugar, para orientar las decisiones terapéuticas individuales.

El segundo objetivo del antibiograma es el de seguir la evolución de las resistencias bacterianas. Gracias a este seguimiento epidemiológico, a escala de un servicio, un centro de atención médica, una región o un país, es como puede adaptarse la antibioterapia empírica, revisarse regularmente los espectros clínicos de los antibióticos y adoptarse ciertas decisiones sanitarias, como el establecimiento de programas de prevención en los hospitales.

Resultados:

Los antibióticos son sometidos a un test frente a una bacteria o un grupo de bacterias y se clasifica el efecto del antibiótico sobre estas en sensible, intermedio o resistente. 
Los resultados pueden variar según las técnicas utilizadas por los laboratorios. Los resultados no constituyen un diagnóstico. Es importante consultar a un médico con el fin de prever exámenes complementarios o un eventual tratamiento.

 

Tincion de Gramm

"La tinción de Gram es una técnica de laboratorio que permite identificar distintos tipos de bacterias según se coloree su superficie, aportando información muy útil para orientar el tratamiento antibiótico"

La tinción de Gram, también conocida como coloración de Gram, es una técnica de laboratorio que se utiliza rutinariamente en los estudios microbiológicos de las bacterias. Fue diseñada por Christian Gram, un científico danés, en el año 1884. El objetivo de Gram era conseguir una prueba con la que fuera posible diferenciar diferentes grupos de bacterias para así poder estudiarlas y clasificarlas. La prueba resultó todo un éxito y pronto se convirtió en una técnica muy útil no solo para el estudio de las bacterias, sino también para poder identificarlas rápidamente en una infección y seleccionar el antibiótico más adecuado para tratarla.

Técnica
La técnica se basa en aplicar una serie de colorantes a una muestra de cualquier origen (esputo, orina, pus, etcétera) que supuestamente contenga bacterias no identificadas. Los colorantes tiñen la pared de las bacterias de color morado y, tras unos minutos, se realiza un lavado del colorante. Después de eso puede que el colorante permanezca en la pared bacteriana o que se haya ido. En el primer caso permanecería el color morado, y se trataría de bacterias Gram positivas y, en el segundo, la pared tendría un color rosado, y serían Gram negativas.

Estos dos grupos de bacterias son los pilares en los que se basa la clasificación de la amplía mayoría de las bacterias. Cada uno de los grupos responde de forma diferente a cada tipo de antibióticos, por eso es una técnica útil para seleccionar el fármaco antimicrobiano inicial ante una infección. Hay que tener en cuenta que en ciertas situaciones (como la sepsis) es muy importante iniciar un tratamiento antibiótico adecuado de forma precoz, por eso la tinción de Gram se pide de urgencia en muchas ocasiones.
La tinción de Gram también tiene ciertas limitaciones. Algunas bacterias no tienen pared, como por ejemplo las Chlamidias, y no se podrán identificar, al igual que los virus. En esos casos la tinción no coloreará ningún germen. Otro aspecto negativo de la prueba es que no puede identificar el tipo exacto de bacteria responsable de la infección. Para ello es necesario realizar un cultivo microbiológico que se acompaña siempre de un antibiograma para estudiar de forma exacta el antibiótico más efectivo.
 

Citrato de Simmons 17 de Octubre del 2014

El CITRATO DE SIMMONS es un medio utilizado para la diferenciación de enterobacterias, en base a la capacidad de usar citrato como única fuente de carbono y energía.
Fundamento:  En el medio de cultivo, el fosfato monoamónico es la única fuente de nitrógeno y el citrato de sodio es la única fuente de carbono. Ambos componentes son necesarios para el desarrollo bacteriano. Las sales de fosfato forman un sistema buffer, el magnesio es cofactor enzimático. El cloruro de sodio mantiene el balance osmótico, y el azul de bromotimol es el indicador de pH, que vira al color azul en medio alcalino. El medio de cultivo es diferencial en base a que los microorganismos capaces de utilizar citrato como única fuente de carbono, usan sales de amonio como única fuente de nitrógeno, con la consiguiente producción de alcalinidad.
  Este se inocula por el método de siembra que es por agotamiento en la superficie del agar inclinado y este pasa a incubarse a 37°C durante 24 horas.
                                    
Medio recién inoculado
El metabolismo del citrato se realiza, en aquellas bacterias poseedoras de citrato permeasa, a través del ciclo del ácido tricarboxílico. El desdoblamiento del citrato da progresivamente, oxalacetato y piruvato. Este último, en presencia de un medio alcalino, da origen a ácidos orgánicos que, al ser utilizados como fuente de carbono, producen carbonatos y bicarbonatos alcalinos. El medio entonces vira al azul y esto es indicativo de la producción de citrato permeasa. Tras el periodo de incubación se procede a la lectura de los resultados, si el medio vira a color azul será citrato positivo, de lo contrario será citrato negativo. 

Citrato (+)  Citrato (-)